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Abordagem a infecções parasitárias

Por

Richard D. Pearson

, MD,

  • Emeritus Professor of Medicine
  • University of Virginia School of Medicine

Última modificação do conteúdo ago 2019
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Parasitas humanos são organismos que vivem em uma pessoa e obtêm nutrientes dessa pessoa (seu hospedeiro). Existem 3 tipos de parasitas:

  • Organismos unicelulares (protozoários, microsporídios)

  • Helmintos multicelulares (vermes)

  • Ectoparasitas como o da sarna e o piolho

Infecções parasitárias devido a protozoários e helmintos são responsáveis por taxas de morbidade e mortalidade consideráveis no mundo. São prevalentes na América Central, na América do Sul, na África e na Ásia. São muito menos comuns na Austrália, no Canadá, na Europa, no Japão, na Nova Zelândia e nos EUA. De longe, o maior impacto é nos residentes das regiões tropicais desfavorecidas com condições sanitárias precárias, porém infecções parasitárias são encontradas nos países industrializados, acometendo imigrantes e viajantes que retornam de regiões endêmicas e até mesmo residentes que não viajaram, em particular aqueles com aids ou outras doenças que causam imunodeficiência.

Alguns parasitas se adaptaram para viver no lúmen intestinal ou vaginal, em que as condições são anorganismo aeróbias; outros residem no sangue ou nos tecidos em condições organismo aeróbias.

Muitas infecções parasitárias são disseminadas por contaminação fecal de alimento ou água. São mais frequentes em regiões onde as condições sanitárias e de higiene são precárias. Alguns parasitas, como o ancilóstomo, podem penetrar na pele durante o contato com água suja contaminada ou, no caso de esquistossomo, água fresca. Outros, como malária, são transmitidos por meio de vetores artrópodes. Em ocasiões raras, os parasitas podem ser transmitidos por transfusões de sangue ou compartilhamento de agulhas ou congenitamente, da mãe para o feto.

Alguns parasitas são endêmicos nos EUA e em outros países industrializados. Exemplos são os oxiúros Enterobius vermicularis, Trichomonas vaginalis, Toxoplasma gondii e os parasitas entéricos como Giardia intestinalis (também conhecido como G. duodenalis ou G. lamblia) e Cryptosporidium spp.

As características de infecções protozoárias e helmínticas variam de forma importante.

Protozoários

Protozoários são organismos unicelulares que se multiplicam por divisão binária simples (ver Protozoários extraintestinais e Protozoários intestinais e microsporídia). Os protozoários podem se multiplicar nos seus hospedeiros humanos, aumentando em número para produzir infecção intensa. Com raras exceções, infecções por protozoários não causam eosinofilia.

Microsporídia

Os microsporídios são organismos intracelulares formadores de esporos que costumavam ser classificados como protozoários, mas sua análise genética indicou serem fungos ou estarem o estreitamente relacionados com os fungos. A doença em humanos limita-se principalmente a pessoas com aids ou outras doenças por imunocomprometimento grave. As manifestações clínicas dependem das espécies infectantes e incluem gastroenterite, comprometimento dos olhos e infecção disseminada.

Helmintos

São multicelulares e possuem sistemas de órgãos complexos. Os helmintos podem ser divididos ainda em

  • Vermes cilíndricos (nematódeos)

  • Vermes achatados (platelmintos), como tênias (cestódios) e fascíolas (trematódeos)

Em contraste aos protozoários, os helmintos não se multiplicam em seres humanos, mas podem provocar respostas eosinofílicas quando migram através do tecido. A maioria dos helmintos possui ciclos de vida complexos que envolvem tempo significativo fora de seus hospedeiros humanos. Alguns, incluindo Strongyloides stercoralis, Capillaria philippinensis e Hymenolepis nana, que podem aumentar por causa de autoinfecção (a prole reinfecta o mesmo hospedeiro em vez de se dispersar para infectar outro hospedeiro). Na estrongiloidíase, a autoinfecção pode resultar em hiperinfecções disseminadas com risco de vida em pessoas imunossuprimidas, em particular aqueles que tomam corticoides.

A gravidade das infecções helmínticas correlaciona-se geralmente com a carga parasitária, embora existam exceções, quando um único Ascaris migrando e obstruindo o duto pancreático. A carga parasitária depende do grau de exposição ambiental, de fatores do parasita e das respostas imunes do hospedeiro determinadas geneticamente. Se uma pessoa desloca-se de uma área endêmica, o número de vermes adultos diminui com o passar do tempo. Embora alguns parasitas (p. ex., Clonorchis sinensis) possam sobreviver por décadas nos seres humanos, muitas espécies tem um tempo de vida de somente poucos anos ou menos.

Nematódeos são vermes cilíndricos, não segmentados, cujo comprimento varia de 1 mm a 1 m. Os nematódeos possuem uma cavidade corpórea, o que os distingue de tênias e trematódeos. Dependendo da espécie, diferentes estágios no ciclo de vida são infecciosos ao ser humano. Milhões de pessoas são infectadas por nematódeos que habitam a flora intestinal e são transmitidos por ovos ou larvas nas fezes; os mais comuns são Ascaris (ascaridíase), ancilóstomos, Trichuris (tricuríase) e Strongyloides (estrongiloidíase).

Cestódios (tênias) adultos são vermes longos e planos multissegmentados que não possuem trato digestório e absorvem nutrientes diretamente do intestino delgado do hospedeiro. No trato digestório do hospedeiro, os cestódeos adultos podem crescer muito; até 40 m para uma das espécies. As tênias que infectam seres humanos são a tênia do peixe (Diphyllobothrium latum), a tênia da carne (Taenia saginata) e a tênia da carne de porco (Taenia solium).

Trematódeos são vermes não segmentados que infectam os vasos sanguíneos, fígado, pulmões ou trato gastrointestinal. Geralmente têm não mais que alguns centímetros de comprimento; no entanto, alguns têm apenas 1 mm, e alguns até 7 cm. Em seres humanos, a maioria das infecções por trematódeos é causada por espécies de Schistosoma (esquistossomose), vermes no fígado como Fasciola hepatica (fasciolíase) e Clonorchis sinensis (clonorquíase) e vermes pulmonares, incluindo certas espécies de Paragonimus (paragonimíase)

Diagnóstico

  • Exame microscópico

  • Testes de antígeno e DNA

Os métodos utilizados para diagnosticar doenças parasitárias específicas estão resumidos na tabela Coleta e manuseio de espécimes para diagnóstico microscópico das infecções parasitárias.

Tabela
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Coleta e manipulação das amostras para o diagnóstico microscópico das infecções parasitárias

Parasita

Amostra adequada

Detalhes da coleta

Comentários

Sangue

Plasmodium spp

Lâminas finas e espessas de sangue capilar (ou seja, da ponta do dedo ou do lóbulo da orelha, usando-se lanceta descartável) ou 5–10 mL de sangue fresco anticoagulado (preferencialmente em tubos de coleta com EDTA)

Coletar várias amostras na fase aguda da doença.

Preparo de esfregaços de sangue capilar ou anticoagulado dentro de 3 horas após coleta.

Usar coloração de Wright ou de Giemsa.

Assegurar-se de que as lâminas de vidro estão bem limpas.

Babesia spp

Esfregaços espessos e finos, como para Plasmodium spp

Coletar como para Plasmodium spp.

Usar coloração de Wright ou de Giemsa.

A morfologia é semelhante à forma em anel do Plasmodium spp, mas sem pigmento e gametócitos. A presença de tétrades faz o diagnóstico de Babesia spp, mas não são frequentes

Trypanosoma spp

Esfregaços finos de sangue capilar ou 5–6 mL de sangue anticoagulado

Coletar sangue capilar ou anticoagulado. Esfregaço em lâminas de vidro.

Várias técnicas de concentração são usadas para aumentar a sensibilidade.

Tripanossomas móveis são vistos em lâmina a fresco; são coradas por Giemsa (ou Field) para identificação em preparações fixas.

Vermes de filária

Lâminas finas e espessas com 1 mL de sangue anticoagulado; se a primeira amostra for negativa, coletar 5–10 mL e concentrar por centrifugação ou filtração

Microfilárias de Wuchereria bancrofti e Brugia malayi: coletar o sangue entre 22:00 e 2:00 horas.

Loa loa, Dipetalonema perstans e Mansonella ozzardi: coletar sangue entre as 10:00 horas e as 18:00 horas.

Corar diretamente com Giemsa ou hematoxilina-eosina ou, para maior sensibilidade, após concentração em formol a 2% (técnica de Knott), ou após filtração por membrana Nucleopore®.

Medula óssea, outro tecido reticuloendotelial, ou líquor

Leishmania spp (leishmaniose visceral)

Aspirados da medula óssea, baço, fígado, ou linfonodos ou esfregaços de amostras do creme leucocitário

Esfregaço em lâminas de vidro.

Corar com Giemsa, Wright-Giemsa ou hematoxilina-eosina.

Naegleria

Acanthamoeba

Balamuthia

Líquido espinal fresco

Usar técnica asséptica de coleta.

Exame das amostras o mais rápido possível.

Exame por microscopia óptica ou microscopia de contraste.

Os parasitas podem ser detectados pelos seus movimentos; podem crescer em culturas cultivados ou serem fixados e corados com Giemsa.

Trypanosoma brucei gambiense e rhodesiense.

Aspirados de linfonodos ou cancro

Líquido espinal fresco

Usar técnica asséptica de coleta.

Usar lâmina a fresco ou fixar e corar com Giemsa ou Field, antes ou após a centrifugação para identificar os parasitas móveis.

Aspirado duodenal ou biópsia de jejuno

Giardia spp

Cryptosporidium spp

Cystoisospora spp

Cyclospora spp

Microsporídia

Strongyloides spp

Aspirado duodenal ou amostra de biópsia jejunal

Examinar os aspirados imediatamente ou proceder a concentração e coloração. Fazer exame histopatológico das amostras de biópsia.

Usar exame a fresco do aspirado para identificar ovos ou larvas de Strongyloides. Várias colorações podem ser usadas para o diagnóstico (ver detalhes abaixo em Fezes).

Microscopia eletrônica é o padrão ouro para detecção dos microsporídios.

Biópsia retal

Schistosoma mansoni

Schistosoma japonicum

Amostra de biópsia retal do nível da dobra dorsal (válvula de Houston), a aproximadamente 9 cm do ânus

Fixação para exame histopatológico e compressão de um fragmento entre lâminas para aumentar a sensibilidade.

Diagnóstico da espécie é fundamentado na morfologia dos ovos.

Sigmoidoscopia (proctoscopia)

Entamoeba histolytica

Coleta de raspados frescos com uma cureta ou colher de Volkmann, um fragmento de mucosa retirado com um instrumento cirúrgico ou o aspirado da lesão obtido com uma pipeta de 1 mL com bulbo de borracha (os swabs com ponta de algodão não são satisfatórios)

Examinar a amostra imediatamente ou após a fixação e a coloração.

Usar exame a fresco ou lâminas coradas (p. ex., coloração com tricrômio) para detectar trofozoítos e cistos Testar nas fezes o antígeno ou DNA da E. histolytica; esses testes são mais sensíveis e podem diferenciar E. histolytica de E. dispar e outras amebas não patogênicas.

Fezes

Entamoeba histolytica

Entamoeba dispar

Outras amebas

Múltiplas amostras de fezes frescas (≥ 3) coletadas pela manhã

Exame de amostras de fezes não formadas ou de diarreia dentro de 15 minutos.

Manter fezes formadas no refrigerador até o exame. Preservar em formol ou outro fixador.

Fazer exame a fresco e lâminas coradas permanentes (p. ex., coloração com tricrômio) e técnicas de concentração para cistos

Deve-se testar nas fezes o antígeno ou DNA específico de E. histolytica, que é mais sensível e pode diferenciar E. histolytica de E. dispar e outras amebas não patogênicas.

Giardia spp

Várias amostras de fezes frescas (≥ 3), coletadas pela manhã em dias alternados

Examinar a fresco ou preservar em formol ou outro fixador. Os trofozoítos também podem ser detectados nos aspirados duodenais.

Examinar as amostras diretas e concentradas. Cistos geralmente são visualizados no exame direto de amostras a fresco e os trofozoítos são vistos em lâminas fixadas e coradas com tricrômio. Ensaios para antígenos ou DNA fecais são mais sensíveis.

Cryptosporidium spp

Várias amostras de fezes frescas (≥ 3) coletadas diariamente ou em dias alternados

Refrigerar e examinar as amostras frescas de fezes ou preservar em formol ou outro fixador.

Manusear com cuidado; fezes a fresco e preservadas com dicromato são infecciosas.

O aspirado ou a biópsia duodenal podem ser diagnósticos.

Examinar amostras a fresco por microscopia óptica convencional, contraste de interferência diferencial e microscopia de imunofluorescência.

Corar amostras com coloração álcool-ácido resistente modificada ou safranina modificada. Ensaios para antígenos ou DNA fecais são mais sensíveis.

Cystoisospora spp

Múltiplas amostras de fezes a fresco coletadas diariamente ou a cada dois dias

Exame a fresco ou preservar em formol ou outro fixador. Técnicas de concentração aumentam a sensibilidade.

Oocistos podem ser visualizados em amostras a fresco por meio de microscopia de contraste de interferência diferencial em campo brilhante ou microscopia epifluorescente. Corar amostras fixas com álcool-ácido resistentemodificado. Quando o exame das fezes é negativo, o exame do aspirado duodenal ou de uma amostra de biópsia pode ser diagnóstico.

Cyclospora spp

Múltiplas amostras de fezes a fresco coletadas diariamente ou a cada dois dias

As amostras devem ser refrigeradas e examinadas a fresco ou congeladas, ou preservadas em formol a 10% ou dicromato de potássio a 2,5%. Diferentes exames laboratoriais exigem diferentes técnicas de preservação. Técnicas de concentração aumentam a sensibilidade.

Examinar amostras a fresco por microscopia óptica convencional, contraste de interferência diferencial em campo brilhante e de microscopia de fluorescência UV. Oocistos são autofluorescentes sob luz UV. Amostras fixas podem ser coradas com álcool-ácido resistente modificado ou safranina modificada O ensaio de esporulação pode diferenciar a Cyclospora das algas verde-azuladas.

Ensaios para DNA nas fezes são específicos e mais sensíveis.

Microsporídia

Múltiplas coletas de fezes, diariamente ou a cada dois dias

Biopsias de intestino delgado podem ser necessárias se as fezes forem negativas.

Amostras coradas por métodos cromotrópicos são usadas amplamente. Agentes quimiofluorescentes como calcoflúor branco (fluorocromo) podem também ser usados para identificação rápida.

Microscopia eletrônica é o método mais sensível e é usada para identificação da espécie.

Ensaios para DNA nas fezes ou nos tecidos estão disponíveis para algumas espécies.

Nematódeos (vermes filiformes)

Ascaris

Ancilóstomos

Strongyloides

Trichuris

Outras

Cestódeos (vermes em fita)

Trematódeos (vermes)

Fazer a coleta de várias amostras de fezes diariamente (até 7 podem ser necessárias para o Strongyloides)

Refrigerar a amostra e examinar a fresco, ou fixar em formol a 10% e concentrar usando sedimentação em formol-acetato de etila.

Nos casos de Strongyloides larvas ativas; com outros helmintos intestinais observamse os ovos.

Se as fezes são mantidas à temperatura ambiente, os ovos de ancilóstomos podem eclodir e liberar larvas que devem ser diferenciadas de larvas de Strongyloides.

Quando suspeita-se de Strongyloides e o exame direto é negativo, um ou mais dos seguintes exames de fezes especializados devem ser realizados; concentração de formalina-acetato de etila, recuperação das larvas pela técnica do funil de Baermann, cultura em papel filtro pelo método de Harada-Mori ou cultura em placa de ágar.

Enterobius spp

Os ovos são obtidas na região perianal com fita de celofane e colocadas em lâmina de vidro

Coleta na área ao redor do ânus pela manhã, antes de evacuação intestinal ou banho.

Ovos de Enterobius ocasionalmente são vistos em amostras de fezes ou no teste de Papanicolau vaginal. Pode-se observar vermes adultos na região perianal ou na vagina.

Escarro ou aspirado do trato respiratório

Paragonimus spp

Escarro a fresco

Examinar amostra o mais rápido possível ou preservar para exame posterior.

Técnicas de concentração podem ser necessárias. Ocasionalmente, são encontrados ovos no líquido pleural.

Strongyloides spp (hiperinfecção)

Escarro, qualquer material de aspirado, líquido obtido por BAL ou material de drenagem

Examinar a amostra o mais rápido possível ou preservar para exame posterior.

Larvas viáveis podem ser vistas nas amostras a fresco ou fixadas e coradas com Giemsa.

Biópsia pulmonar

Paragonimus spp

Biópsia pulmonar aberta ou percutânea guiada por fluoroscopia ou TC

Coletar e colocar em recipiente estéril com soro fisiológico estéril. Fixar e corar com coloração de Giemsa ou hematoxilina-eosina.

Pode-se identificar ovos e vermes adultos.

Pele

Onchocerca volvulus

Para pacientes infectados na África, usar fragmentos de pele das coxas, região glútea ou crista ilíaca

Para pacientes infectados na América Latina, usar fragmentos de pele da cabeça, da escápula, ou na região glútea

Para fragmentos de pele, desinfetar a pele com álcool, inserir agulha de calibre 25 sob a epiderme, elevá-la e fazer pequenos cortes de tecido com um escalpelo ou lâmina de navalha, ou usar instrumento para punção-biópsia esclerocorneana. Não deve ocorrer sangramento. Examinar a fresco ou fixar em metanol e coloração de Giemsa ou hematoxilina-eosina.

Examinar na amostra suspensa em soro fisiológico as microfilárias móveis migrando nos fragmentos de pele. As microfilárias podem ser vistas em cortes de tecido.

Leishmania spp (leishmaniose cutânea)

Biópsia de região não ulcerada da lesão preparados de imprint ou esfregaço de fragmentos de raspagem

Procurar amastigotas em preparações das bordas da lesão ou esfregaços corados com Giemsa e em amostras de biópsia coradas com hematoxilina-eosina.

Os amastigotas de Leishmania são morfologicamente indiferenciáveis dos de Trypanosoma cruzi. A Leishmania pode ser cultivada de biópsias de pele, mas seu crescimento in vitro pode levar semanas. Existem ensaios moleculares para o DNA de leishmania.

Secreções ou biópsia urogenitais

Trichomonas spp

Swabs estéreis de secreções vaginais, uretrais, ou prostáticas inseridos em um tubo com pequena quantidade de soro fisiológico estéril

Orientar as pacientes a não usar duchas vaginais por 3–4 dias antes da coleta de amostras.

Enviar amostras ao laboratório o mais rápido possível.

A identificação de organismos móveis por via úmida é a mais rápida. O anticorpo fluorescente direto para parasitas é mais sensível; a cultura é mais sensível, mas leva 3 a 7 dias.

Schistosoma haematobium, ocasionalmente S. japonicum

Urina fresca ou biópsia da bexiga urinária, especialmente a área ao redor do trígono

Tempo recomendado para coleta de urina: entre meio-dia e 15 h. A centrifugação aumenta a detecção.

Os ovos podem ser vistos em amostras a fresco da urina ou em amostras de biópsia de bexiga.

BAL = lavado broncoalveolar; EDTA = ácido etileno diamina tetra-acético; UV = ultravioleta.

Infecções parasitárias devem ser consideradas no diagnóstico diferencial de síndromes clínicas apresentadas por moradores ou viajantes que se locomovem para áreas onde condições sanitárias e de higiene são precárias, ou onde doenças transmitidas por vetor são endêmicas. Por exemplo, febre em viajantes que retornam de uma área endêmica sugere a possibilidade de malária. Experiências recentes indicam que pessoas que imigraram de regiões endêmicas para os países industrializados e que retornam aos países de origem para visitar amigos e parentes têm maior risco. Frequentemente não procuram ou não conseguem obter informações sobre vacinas, fármacos e prevenção de doenças antes da viagem, apresentando mais probabilidade de passarem por situações de alto risco do que turistas que ficam em instalações balneárias.

Embora menos frequente, a possibilidade de uma infecção parasitária endêmica ou importada deve também ser considerada em moradores de países industrializados que apresentam síndromes clínicas sugestivas, mesmo que não tenham viajado.

Informações sobre história, exame físico e dados laboratoriais também podem sugerir infecções parasitárias específicas. Por exemplo, a eosinofilia é comum quando helmintos migram através de tecidos e sugere uma infecção parasitária em um imigrante ou viajante que retornou.

O diagnóstico das infecções parasitárias era feito pela identificação de ovos, larvas ou parasitas adultos nas fezes, sangue, tecidos ou outras amostras, ou pela presença de anticorpos no sangue, mas atualmente cada vez mais o diagnóstico é feito pela identificação de antígenos parasitários ou testes moleculares para o DNA do parasita.

Médicos com experiência em infecções parasitárias e medicina tropical estão disponíveis para consulta em muitos centros médicos, postos de saúde e serviços de saúde pública.

Para descrições detalhadas dos métodos diagnósticos, ver Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern dos Centers for Disease Control and Prevention (CDC).

Parasitas do trato GI

Diversos estágios de protozoários e helmintos que infectam o trato GI são eliminados, caracteristicamente, nas fezes. A detecção de rotina requer o exame de amostras de fezes, de preferência 3 coletadas em dias diferentes, pois a disseminação pode variar. A sensibilidade dos exames de fezes para ovos e parasitos é tão baixa que, quando a suspeita clínica for forte, deve-se considerar o tratamento empírico. Ensaios sensíveis e específicos estão agora disponíveis para detectar nas fezes antígenos de Giardia, Cryptosporidium e Entamoeba histolytica. Embora caros, testes moleculares também estão disponíveis para Giardia, Cryptosporidium, E. histolytica e Cyclospora. Os testes a procura de um ou mais desses organismos são normalmente incluídos nos exames baseados na reação em cadeia da polimerase (PCR) multiplex para patógenos entéricos, bacterianos, virais e parasitários em amostras de fezes (ver tabela Testes sorológicos e moleculares para infecções parasitárias).

Fezes a fresco não contaminadas com urina, água, sujeira, ou desinfetantes devem ser enviadas para o laboratório dentro de 1 hora; trofozoítas móveis têm mais probabilidade de estar presentes nas fezes não formadas ou aquosas. As fezes devem ser refrigeradas, mas não congeladas, se não forem examinadas imediatamente. Porções de fezes a fresco também devem ser emulsificadas em fixador para preservar protozoários gastrointestinais. Técnicas de concentração podem ser usadas para melhorar a sensibilidade. Fita de celofane na região anal ou swabs podem demonstrar oxiuros ou ovos de tênias. E se houver suspeita de estrongiloidíase, deve-se realizar um ou mais exames especializados de fezes se as larvas não são vistas no exame direto de fezes frescas. Antibióticos, contraste para radiografia, purgantes e antiácidos podem impedir a detecção de ovos e parasitas durante várias semanas.

Sigmoidoscopia ou colonoscopia devem ser consideradas quando os exames de fezes de rotina forem negativos em pacientes com sintomas gastrointestinais persistentes e suspeita de amebíase. Amostras sigmoidoscópicas devem ser coletadas com uma cureta ou colher (swabs de algodão não são desejáveis) e processadas imediatamente para microscopia. Aspirados duodenais ou biópsias de intestino delgado podem ser necessárias para o diagnóstico de infecções, como criptosporidiose e microsporidiose.

Exames sorológicos para infecções parasitárias

Pode-se detectar alguns parasitas por meio de sorologias (ver tabela Sorologias e exames moleculares para infecções parasitárias).

Tabela
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Exames sorológicos e moleculares para infecções parasitárias

Infecção

Anticorpo

Antígeno ou DNA/RNA

Protozoários

Tripanossomíase africana (somente T. b. gambiense)

CATT

Amebíase

EIA, IHA

Fezes: antígeno (EIA), PCR

Babesiose

IFA

Sangue: PCR

Doença de Chagas

EIA, IFA, IB, RIPA

Sangue, tecido ou líquor: PCR

Criptosporidiose

Fezes: antígeno (EIA), PCR

Ciclosporíase

PCR

Giardíase

Fezes: antígeno (EIA), DFA, PCR

Leishmaniose

EIA ou IFA (para leishmaniose visceral, mas não cutânea)

Sangue ou tecido: PCR

Malária

IFA (não para malária aguda)

Sangue: ICG para antígeno (teste rápido), PCR

Microsporidiose

Fezes ou tecido: IFA para antígeno, PCR

Toxoplasmose

IFA, EIA (IgG e IgM)

Tecido ou sangue: PCR

Vermes filiformes

Filariose linfática (Wuchereria bancrofti)

Sangue: antígeno (ICG; não disponível nos EUA)

Estrongiloidíase

EIA, IFA, IHA

Triquinelose

EIA

Toxocaríase

EIA

Trematódeos

Paragonimíase

CF, IB, EIA

Esquistossomose

FAST-ELISA, IB

Tênias

Equinococose

EIA, IHA, IFA, IB

Cisticercose (Taenia solium)

IB (soro ou líquor), EIA

Soro ou líquor: antígeno (usado para avaliar as respostas ao tratamento; não é suficientemente sensível para o diagnóstico)

Líquor: PCR (disponibilidade limitada)

CATT = cartão de teste de aglutinação para a tripanossomíase por Trypanosoma brucei gambiense; CDC = Centers for Disease Control and Prevention; CF = fixação do complemento; DFA = anticorpo fluorescente direto; EIA = ensaio imunoenzimático; FAST-ELISA = teste de rápido de Falcon por ensaio de imunoabsorção enzimática para triagem; IB = immunoblot; ICG = ensaio imunocromatográfico; IFI = imunofluorescência indireta; IHA = teste de hemaglutinação indireta; IIF = imunofluorescência; PCR (polymerase chain reaction) = reação em cadeia da polimerase; RIPA = ensaio de radioimunoprecipitação; TEM = microscópio de transmissão eletrônica.

NOTA: alguns antígenos e kits de detecção de parasita estão disponíveis comercialmente. Outros estão disponíveis nos Centers for Disease Control and Prevention (CDC) ou em outros laboratórios de referência. Os testes moleculares (p. ex., PCR) para DNA estão disponíveis para detectar protozoários entéricos em amostras de fezes, mas são caros. Os testes moleculares para alguns outros parasitos estão disponíveis em laboratórios de referência ou de pesquisa.

Tratamento

  • Vários tratamentos, dependendo de cada infecção

Ver também infecções específicas em deste Manual.

As recomendações para o tratamento das infecções parasitárias são disponibilizadas por médicos especialistas dos maiores centros de saúde pública e postos de saúde, no site web dos Centers for Disease Control and Prevention (CDC) web site em livros-textos de doenças infecciosas e parasitárias e de medicina tropical e de forma resumida no The Medical Letter on Drugs and Therapeutics,

Alguns fármacos não foram aprovados pelos EUA Os fármacos aprovados pela Food and Drug Administration para infecções parasitárias podem ser obtidos do CDC Drug Service.

Prevenção

Apesar de investimentos e pesquisas significativos, ainda não há nenhuma vacina disponível para a prevenção das infecções parasitárias humanas. A prevenção baseia-se em estratégias para evitar a contaminação.

A transmissão da maioria dos parasitas intestinais pode ser prevenida por

  • Disposição sanitária de fezes.

  • Lavagem das mãos

  • Cozinhar os alimentos de forma adequada.

  • Provisão de água purificada.

Para o viajante internacional, o melhor conselho é “cozinhar, ferver, descascar ou esquecer”. Quando seguidas, essas medidas reduzem, mas não eliminam o risco de infecções parasitárias intestinais, bem como de gastrenterite bacteriana e viral. A lavagem das mãos é muito importante após o uso de banheiros e latrinas e antes do preparo de alimentos. Carne, particularmente carne de porco, e peixe, em especial, variedades de água doce, devem ser bem cozidos antes da ingestão. Outras medidas de segurança incluem remover caixa de areia de gatos de áreas onde o alimento é preparado para prevenir a toxoplasmose. As pessoas não devem nadar em lagos de água doce, correntes ou rios em áreas em que a esquistossomose é endêmica, andar descalças ou sentar sem roupa em áreas onde são encontrados ancilóstomos.

A prevenção da malária e de muitas outras doenças transmitidas por vetores é feita

  • Uso de camisas de manga comprida e calças compridas

  • Aplicar repelentes de insetos que contenham dietiltoluamida (DEET) na pele exposta e permetrina nas roupas

  • Usar telas nas janelas, ar condicionado e mosquiteiros impregnados com permetrina ou outros inseticidas

  • Para residentes de regiões não endêmicas que viajam para as regiões onde há transmissão da malária, fazer profilaxia com fármacos contra a malária

Pessoas que viajam para áreas rurais da América Latina não devem dormir em habitações de barro, onde insetos reduviídeos podem transmitir a doença de Chagas. Na África, viajantes devem evitar usar roupas de cor intensa e sempre usar camisas de manga longa e calças compridas para evitar moscas tsé-tsé, em regiões em que a doença do sono africana é encontrada.

As recomendações específicas de cada país para viagens estão disponíveis no Centers for Disease Control and Prevention (CDC): Travelers' Health e do CDC Yellow Book 2020.

Informações adicionais

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